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本试剂盒用于蛋白浓度测定，检测速度很快，少量样品一般只需10min即可完成检测，检测浓度下限达到25μg/mL，最小检测蛋白量达到0.5μg，待测样品体积为1～20μL，在50～1000μg/mL浓度范围内有较好的线性关系。

Bradford法与传统方法相比，更简单、更稳定、兼容性更好，Bradford法测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的化学物质的影响，样品中β-巯基乙醇的浓度高达1M，DTT的浓度高达5mM，但本法受高浓度去垢剂的影响明显，故在用Bradford法进行蛋白定量时需确保SDS低于0.01%，Triton X-100低于0.05%，Tween20/60/80低于0.015%，含高浓度去污剂的蛋白定量，建议采用BCA法。

• 酶标仪或分光光度计、96孔板或比色杯、电子天平、研钵或匀浆器、离心机、离心管
  
• 蒸馏水、0.9%NaCl或PBS

• G250染色液回复至室温充分混匀后使用，有利于提高检测的灵敏度，加完G250染色液后，尽量在30min内完成吸光度的测定，防止沉淀形成后影响实验结果。
  
• 蛋白标准在全部溶解后先混匀，再稀释成一系列不同浓度的蛋白标准。
  
• 待测蛋白溶解于什么样的稀释液中，蛋白标准也应溶解于什么样的稀释液中，否者待测蛋白与蛋白标准中所含非蛋白成分不一致，有可能导致测定不准确。
  
• 建议每次测定时都做标准曲线，因为测定时颜色会随着时间的延长不断加深，并且显色反应的速度和温度有关，所以除非精确控制显色反应的时间和温度，否则如需精确测定应每次都做标准曲线。
  
• 没有酶标仪，也可使用分光光度计测定，但应考虑比色杯的最小检测体积，需按比例适当加大G250染色液、样品和标准品的用量使总体积不小于最小检测体积，使用分光光度计测定蛋白浓度时，每个试剂盒可以测定的样品数量可能会显著减少。
  
• 用比色杯测定蛋白含量时，由于考马斯亮蓝易结合石英比色杯，应优先选用一次性塑料比色杯，如用玻璃比色杯，比色完毕应立即用乙醇清洗干净。
  
• 为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。
  
• 试剂开封后请尽快使用，以防影响后续实验效果。

• 样品蛋白质的提取称取新鲜绿豆芽下胚轴(或小麦叶片)0.5～1.0g放入研钵中，加2mL蒸馏水研磨成匀浆，转移到离心管中，再用6mL蒸馏水分次洗涤研钵，洗涤液收集于同离心管中，在室温(20～25℃)下放置0.5~1h以充分提取，然后4000r/min离心20min去沉淀，上清液转人10mL容量瓶，以蒸馏水定容至刻度，即得待测样品提取液。
  
• 取1mL蛋白标准配制液完全加入到含有20mg的蛋白标准(BSA)中，充分溶解，后配制成20mg/mL的蛋白标准溶液，配制后可立即使用，配制的蛋白标准溶液应-20℃保存。
  
• 取适量的20mg/mL蛋白标准，用蛋白标准稀释液稀释至终浓度为500μg/mL或所需浓度，如取25μL 20mg/mL蛋白标准，加入975μL蛋白标准稀释液，充分混匀，即配制成500μg/mL蛋白标准溶液。
  
  • 待测蛋白溶解于什么样的稀释液中，蛋白标准也宜溶解于什么样的稀释液中，例如待测蛋白溶解于蔗糖中，亦取20mg/mL蛋白标准溶解于蔗糖中；一般也可以用0.9%NaCl或PBS作为溶解BSA稀释液，稀释后的500μg/mL蛋白标准溶液也应-20℃长期保存。
• 将标准品按0、1、2、4、8、12、16、20μL加到96孔板或EP管中，加蛋白标准稀释液补足至20μL。
  
• 加适当体积样品到96孔板或EP管中，补蛋白标准稀释液至20μL。
  
• 各孔加入200μL G250染色液，室温放置3～5min。
  
• 酶标仪或分光光度计测定595nm波长处的吸光度，560～610nm之间的波长也可，根据标准曲线计算出样品中的蛋白浓度。